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Adaptado de Shimanuki, Hachiro, and David A. Knox. 1990. Diagnosis of Honey Bee Diseases. U.S. Department of Agriculture, Agriculture Handbook No. AH-690:
La población de Acarapis woodi puede variar estacional. Durante el período de la población máxima de la abeja, el número de abejas con los ácaros se reduce. La probabilidad de detectar ácaros traqueales es la más alta en el otoño. En el muestreo para este ácaro, uno debe intentar recoger las abejas que pueden arrastrarse cerca de la entrada o de las abejas que salen de o vuelven a la colmena. Estas abejas deben ser colocadas en el alcól etilo 70% o el alcól metílico tan pronto como se recojan. Uno no debe recoger las abejas que han sido muertas por un período desconocido.
Una tráquea sana aparece el color blanco * or crema. La tráquea de una abeja seriamente infestada tiene manchas marrones o negras con lesiones y es obstruida por muchos ácaros en diversas etapas del desarrollo. La tráquea se debe examinar cuidadosamente para la presencia de ácaros. La tráquea no puede ser descolorada siempre cuando los ácaros están presentes, y una tráquea nublada o descolorada no contiene siempre ácaros.
La femenina de Acarapis woodi es 143-174 um de largo y el 125-136 um para el masculino. El cuerpo es oval; lo más ancho entre el segundo y tercer par de patas; y blanco o nacarado brillante con una cutícula lisa. Algunos pelos largos están presentes en el cuerpo y las patas. Este ácaro tiene una gnathosoma con los estilos largos para alimentar en el anfitrión.
Los métodos para diagnosticar el Acarapis woodi se enumeran abajo. Cada uno de estos métodos tiene sus ventajas y desventajas.
método 1
Ponga la abeja en su parte posteriora y quita la cabeza y el primer par de patas empujándolas apagado con un scalpel o una hoja de afeitar en un movimiento hacia abajo y delantero. Con un microscopio de la disección, quite el primer anillo del tórax (tergite del protórax) con el fórceps. Esto expone los troncos traqueales en el mesotórax. Cuando la infestación es ligera, es necesario quitar la tráquea. Coloque la tráquea en una gota del ácido láctico en una diapositiva de cristal para alclarar, y cúbrala con un cristal de la cubierta para la examinación en X 40-100 en un microscopio compuesto.
método 2
Coloque la abeja entre su pulgar e índice y quita la cabeza y el primer par de patas. Entonces con un scalpel, la hoja de afeitar, o el par fino de la tijera, cortó una sección transversal fina de la cara anterior del tórax de tal manera en cuanto a obtiene un disco. Coloque el disco en una diapositiva del microscopio y agregue algunas gotas del ácido láctico. Esto hace el material más transparente y también ayuda a separar el músculo. Con la ayuda de un microscopio de la disección, separe cuidadosamente los músculos, quite la tráquea, y examine las preparaciones como en el método 1. Este procedimiento se recomienda para la examinación rápida de algunas abejas.
método 3
Corte algunos discos torácicos según lo descrito en el método 2, los coloca en una diapositiva, y agrega algunas gotas del hidróxido del potasio 10% (KOH). Caliente la diapositiva suavemente por 1-2 minutos (no la ebullición), cúbrala con un cristal de la cubierta, machaque los discos ligeramente, y examínelos microscópico. Este procedimiento es ventajoso cuando las abejas han sido muertas por un cierto tiempo.
método 4
Prepara discos de tórax de 50 abejas según descrito en el método 2, las coloca en el KOH 5%, e incuba en 37 grados de C por 16-24 horas. El KOH disuelve el músculo y el tejido fino gordo, dejando la tráquea expuesta. Entonces examine la suspensión de los discos debajo de un microscopio de la disección. Quite las tráqueas sospechosas de los discos y examine las tráqueas con microscópico (X 40-100). Este procedimiento se recomienda para las muestras grandes de abejas.
método 5
Quita las cabezas, los abdómenes, las alas, y las patas de 20-200 toraces y los coloca en un tarro de la homogeneización con 25 mL del agua. Homogeneice tres veces por varios segundos en 10.000 RPM, usando apenas bastante agua para aclarar el interior del tarro. Después filtre la suspensión a través de un tamiz 0.8-mesh y aclárela con agua. El volumen final del líquido filtrado debe ser cerca de 50 mL. Centrifugue el líquido filtrado en cerca de 1.500 g por 5 minutos y deseche el supernatant. Entonces agregue algunas gotas del ácido láctico a la preparación, y permita que estén paradas por 10 minutos.
Finalmente, coloque el sedimento en una diapositiva para la examinación. En este método, un microscopio con un objetivo de la inmersión del aceite se requiere para identificar correctamente el Acarapis woodi porque otros ácaros asociados a las abejas son morfológico similares. Esta técnica es descrita por Colin et el al. (1979).
método 6
En el método de la flotación (Camazine 1985), abejas no se puede almacenar o matar en alcohol. Para las preparaciones más limpias, quite la cabeza, las alas, las patas, y el abdomen (ahorro solamente los tórax) de abejas recientemente matadas. Este retiro se hace fácilmente usando sus dedos cuando se congelan las abejas. Coloque 25-100 abejas en un mezclador de la casa con bastante agua agregada para cubrir las láminas. Mezcle la preparación por no más de 15 segundos, apenas hasta que los toraces están separados (mezclando por períodos más largos pulverizará las tráqueas.) Vierta la mezcla que resulta en una serie de los tubos de prueba (2-3 centímetros de diámetro). La mayoría de las fibras más densas del músculo y de los fragmentos cuticulares bajan al fondo mientras que las tráqueas y los sacos del aire flotan, formando una capa blanquecina fina en la superficie del agua. Haga succión de esta capa con una pipeta, lugar en uno o más resbala, y la cubierta con la cubierta se desliza. Examine las diapositivas debajo de un microscopio compuesto 100-250X. Examine la diapositiva de una manera sistemática para las tráqueas obscurecidas, enturbiadas, y descoloradas y para las tráqueas indemnes que pueden también contener ácaros y los huevos.
método 7
En la técnica modificada del azul de metileno (Peng y Nasr 1985), prepara discos de los tórax de 50 abejas según lo descrito en el método 2. Coloque los discos en un cubilete de la solución del KOH 8%, y caliéntelos a hervir con el revolvimiento apacible continuo de los discos. Quite la solución del calor y continúe revolviendo hasta que los tejidos finos suaves dentro de los discos se disuelven y se despejan (cerca de 10 minutos). El revolvimiento excesivo y la calefacción dañarán los especímenes y reducirán posteriormente la intensidad del color de los ácaros. Recupere los discos del KOH por la filtración con un Tissue-Tek cápsula de procesa.
Después de la filtración, cubra la cápsula de proceso con una tapa, coloqúela en un cubilete, y colada con agua para quitar el KOH restante. Después de lavarse, transfiera la cápsula de proceso a un azul de metileno modificado que mancha la solución (preparada el azul de metileno acuoso que disuelve 1% y después agregando el cloruro de sodio para hacer 0,85% una solucion del cloruro de sodio). Sumerja la cápsula en la solución por 5 minutos y entonces en el agua destilada por 2-5 minutos; finalmente, aclare la cápsula con el alcól etílico 70%. Examine los discos para los ácaros manchados dentro de las tráqueas debajo de un microscopio de la disección en 10-25X.
método 8
La diferenciación del de ácaros vivos de ácaros muertos (Eischen et el al. 1986) es el método de opción para evaluar los productos químicos usados para controlar ácaros traqueales. Anestesie las abejas vivas con bióxido de carbono y quite los abdómenes con un scalpel para evitar el picaduras durante la examinación. Quite la cabeza y el primer par de patas de cada abeja sosteniendo la abeja en su parte posteriora y suavemente empujando esta sección apagado con un movimiento hacia abajo y delantero. Coloque cada abeja, sostenida en esta posición, debajo de un microscopio de la disección, y quite el primer anillo del tórax con el fórceps fino. Esto expone el accesorio traqueal a la pared torácica, que es a menudo la única localización de ácaros en una infestación ligera. Quite las tráqueas que aparecen anormales con las pinzas y transferencia a una diapositiva de cristal que contiene una película fina del glicerol. Entonces diseque las tráqueas usando un par de puntas de prueba finas de la aguja. Los ácaros se consideran muertos si no se mueven; también, los ácaros muertos aparecen a menudo descolorados y desecados. Los ácaros vivos tienenun gris o un color translúcido de la perla y se mueven dentro dealgunos segundos después de la disección.
Referencias:
Colin, M.E., J.P. Faucon, A. Giauffret, and C. Sarrazin. 1979. A new technique for the diagnosis of acarine infestation in honeybees. Journal of Apicultural Research 18:222-224.
Camazine, S. 1985. Tracheal Floation: A rapid method for detection of honey bee acarine disease. American Bee Journal 125:104-105.
Peng, Y-S., and M.E. Nasr. 1985. Detection of honey bee tracheal mites (Acarapis woodi) by simple staining techniques. Journal of Invertebrate Pathology 46:325-331.
Eischen, F.A., J.S. Pettis, and A. Dietz. 1986. Prevention of Acarapis woodi infestation in queen honey bees with amitraz. American Bee Journal 126:498-500.